AAV感染效率低的常见原因

一、病毒本身相关因素

1. 滴度不足（Titer低）

• 这是最常见因素之一。若实际功能滴度不高，MOI 不足，自然感染效率低。

• 尤其是 某些血清型（如 AAV2）功能滴度普遍偏低。

2. 空壳比例高

• 如果生产过程中空壳较多，单位 vg 数不能代表功能性 AAV 数量 → 感染效率下降。

3. 血清型与组织/细胞不匹配

不同 AAV 血清型有特异的组织嗜性，例如：

• AAV9：心脏 / 肌肉 / 中枢

• AAV8：肝脏

• AAV-PHP.eB：小鼠 CNS（但对其他物种无效）
  选择不合适的血清型，直接导致感染差。

4. 基因载体过大（接近或超过包装上限）

• AAV包装上限 ~4.7 kb

• 超载会导致：

  • 功能滴度低

  • 基因组不完整

  • 感染效率明显下降

5. 质粒构建问题

• ITR 截断、序列重复、异常 GC 含量

• 启动子不适合目标细胞（如 CMV 在某些细胞中弱）

二、目标细胞或动物模型相关因素

1. 细胞受体表达不足

AAV依赖宿主受体，比如：

• AAV2 需要 HSPG

• AAV9 需要 galactose

如果细胞表面受体表达低 → 感染效果差。

2. 细胞本身增殖较快

AAV 在 分裂细胞中低效表达（因为AAV基因组为线状/环外染色体，易被稀释）。

3. 原代细胞、免疫细胞、干细胞普遍难感染

这类细胞天然对 AAV 感受性弱。

4. 物种差异

如 PHP.eB 对小鼠有效，但对大鼠/猴/人类感染效率显著下降。

三、操作与实验流程相关因素

1. 库存冻融次数过多

每冻融一次可降低 30%–50% 感染能力。

2. 存储不当

• 未在 −80°C 储存

• 使用 PBS 而非合适的 buffer

• 多次吸打导致剪切

3. 加病毒方式不当

例如：

• 未离心增强感染（spin infection）

• 加病毒时细胞密度不合适

• 病毒量太少或太多（过量可能导致抑制效应）

四、动物实验中额外影响因素

1. 给药途径不合适

如：

• 想做 CNS 但选择尾静脉注射 → 效率低

• 想做肌肉但选择腹腔注射 → 几乎不表达

2. 免疫反应清除病毒

动物存在自然 AAV 抗体时，病毒会被中和 → 感染效率下降。

3. 血液稀释效应

尾静脉注射后 AAV 会被稀释、清除，导致组织表达弱。

五、表达框相关因素

1. 启动子选择不当

• 启动子弱（如 hSyn 在非神经组织弱）

• 特异性启动子导致表达范围窄

2. 基因表达会被宿主抑制

某些细胞对外源表达有强表观遗传抑制。

📌 如何快速排查？

1. 检查滴度（至少 1E12–1E13 vg/mL）

2. 选择更匹配的血清型

3. 更换启动子（如 CAG/EF1α 等强启动子）

4. 检查载体大小（是否 >4.7kb）

5. 确保只冻融一次

6. 提前实验确认细胞对 AAV 的敏感性

7. 提高 MOI值

8. 检查动物给药路径是否正确