AAV在内耳的靶向应用策略

全球约有4.3亿人受致残性听力障碍困扰，其中2600万为先天性耳聋患者。遗传性因素约占先天性耳聋的60%。以助听器和人工耳蜗为代表的传统干预手段仅能”补偿”功能，而腺相关病毒（adeno-associated virus, AAV）介导的基因治疗正在将”治愈”变为可能。本文系统梳理AAV内耳应用的核心要素，涵盖靶细胞生物学、血清型选择、启动子策略、给药途径及代表性临床转化案例，旨在为内耳基因治疗研究者提供切实可行的实验决策参考。

一、精密的“声音处理器”：内耳结构与靶细胞生物学

1.1 内耳的解剖结构

耳朵分为外耳、中耳和内耳三部分（图1）。外耳包括耳廓和耳道，负责搜集声音。中耳由鼓膜、鼓室及听小骨组成，负责放大声音。内耳位于颞骨岩部深处，由感知声音的耳蜗（cochlea）和感知运动/重力的前庭系统（vestibular system，包括椭圆囊、球囊和三个半规管）组成。耳蜗呈蜗牛状螺旋结构，内部由骨螺旋板和蜗轴分隔为三个充满淋巴液的腔隙：

前庭阶（Scala vestibuli）：充满外淋巴（perilymph），与镫骨底板相接

鼓阶（Scala tympani）：充满外淋巴，终止于圆窗膜

蜗管（Scala media / Cochlear duct）：充满内淋巴（endolymph），K⁺浓度高达150 mM，维持约+80 mV的内淋巴电位（endocochlear potential, EP）

⚠️  注意：外淋巴与内淋巴的离子成分截然不同。经圆窗膜注射的AAV载体进入外淋巴腔（鼓阶），需穿越螺旋板才能进入蜗管并接触毛细胞的顶面。这一屏障结构是影响内毛细胞转导效率的重要物理限制因素，在实验设计时不可忽视。

1.2 核心靶细胞

基因治疗的靶向精准性取决于对内耳细胞类型的深入理解。

毛细胞（Hair Cells, HCs） 是感音的核心效应细胞，分为两类：

• 内毛细胞（Inner Hair Cells, IHCs）：沿耳蜗走行单排排列，约3,500个/人。通过机械-电转导将声音振动转化为神经递质（谷氨酸）释放，驱动螺旋神经节神经元放电，是声音信号传入神经系统的唯一通道。DFNB9型耳聋（OTOF基因突变）即因IHC突触功能障碍所致。
• 外毛细胞（Outer Hair Cells, OHCs）：沿耳蜗走行三排排列，约12,000个/人。通过prestin蛋白（由SLC26A5编码）驱动的电致运动（electromotility）对声音信号进行主动放大，是耳蜗灵敏度和频率分辨率的关键。OHCs对噪声、耳毒性药物及遗传缺陷极为敏感。SLC26A5突变所致OHC功能障碍是感音神经性耳聋的重要原因之一。

关键点：哺乳动物（包括人类）的毛细胞终生不可再生。一旦损伤，即造成永久性听力损失。这正是基因治疗——尤其是在细胞死亡发生之前介入——具有不可替代价值的根本原因。

支持细胞（Supporting Cells, SCs） 包围并支持毛细胞，维持内耳微环境稳态。其功能远不止”支撑”：

• 柱细胞（Pillar cells）和指细胞（Deiters’ cells）构成柯蒂氏器的机械骨架
• Hensen细胞、Claudius细胞参与内淋巴离子稳态维护

GJB2（编码Connexin 26）主要在支持细胞中表达，其突变是全球最常见的遗传性耳聋原因（约占隐性遗传性耳聋的50%）。支持细胞也是毛细胞再生研究中关键的”前体细胞”靶标（通过Atoh1等转录因子的转分化策略）。

血管纹（Stria vascularis） 位于耳蜗侧壁，由边缘细胞、中间细胞和基底细胞构成，负责将K⁺分泌入内淋巴，维持内淋巴电位。KCNQ1/KCNE1、KCNQ4等离子通道基因在血管纹细胞中高表达，其功能障碍可导致内淋巴积水型耳聋。

螺旋神经节神经元（Spiral Ganglion Neurons, SGNs） 是初级听觉传入神经元，分为Ⅰ型（占95%，与IHC形成突触）和Ⅱ型（占5%，与OHC形成突触）。SGN在耳蜗退变、人工耳蜗植入及听神经病（auditory neuropathy）等病理过程中具有中心地位，也是神经保护性基因治疗的重要靶点。

二、选择“导航车”：AAV血清型的内耳靶向性

选择合适的AAV血清型是实现高效、特异性基因递送的第一步。不同的血清型对内耳不同细胞的亲和力差异显著，且存在明显的年龄依赖性和物种差异性。以下表格综合了近年文献数据，提供AAV血清型选择参考（数据主要来源于小鼠模型）。

AAV血清型选择的决策流程

选择时需系统考量以下维度：

① 确定靶细胞类型

感觉毛细胞（IHC+OHC）广泛转导 → Anc80L65（新生）或 AAV2.7m8（跨年龄）

仅IHC → AAV-ie（新生/临床转化）或 AAV9/AAV-PHP.eB（年龄依赖）

支持细胞 → AAV-ie 或 AAV-KP1

SGN → Anc80L65 或 AAV-PHP.eB（限小鼠）

血管纹/侧壁 → AAV8BP2

② 明确动物模型与年龄

新生小鼠（P0–P5）→ Anc80L65、AAV-ie、AAV2.7m8均可

成年小鼠 → AAV2.7m8 或 AAV-ie；

非人灵长类 → AAV-S；

③ 评估临床转化需求

已有临床数据 → AAV2.7m8（AAV2变体，眼科临床试验NCT03326336）

人源组织验证 → AAV-ie

已进入临床耳科试验 → AAV1（DFNB9研究，见案例二）

④ 结合启动子策略 → 详见第三节

三、安装“精准开关”：启动子与调控元件的选择策略

血清型决定”能进哪扇门”，启动子决定”进门后在哪里开灯”。为实现基因在特定细胞中的精准、高效表达，启动子与增强子的选择至关重要，同时需兼顾AAV的包装容量限制（~4.7 kb，含ITR）。

3.1 主要启动子及其特性

3.2 增强子工程：突破传统启动子的局限

天然启动子在”特异性”与”表达强度”之间往往存在矛盾——广谱强启动子（CAG）表达高效但脱靶严重，细胞特异性启动子（如天然Myo15a）精准但表达强度往往不足。增强子工程提供了新的解决方案（详见案例二）：通过解析内源性调控元件（conserved non-coding elements, CNEs）并进行模块化重组，可以构建兼具高特异性和高表达强度的合成增强子（如B8增强子），从而超越单一启动子的局限。

3.3 启动子选择建议

• 追求强力广泛表达（基础研究/概念验证）：CBA或EF1α
• 毛细胞特异性靶向（治疗应用）：Myo15a（包装容量充足时）或截短Myo15a（容量受限时）
• 支持细胞靶向（毛细胞再生）：GFAP
• SGN靶向：Syn1
• 精准OHC特异性高效表达：考虑增强子工程策略（如B8类合成增强子）

⚠️ 包装容量警示：AAV的有效包装容量约为4.7 kb（含两端ITR各0.145 kb，实际可用约4.4 kb）。若目标基因较大（如OTOF 5.9 kb、MYO15A ~11 kb），必须使用双AAV载体系统并优先选用截短/小型启动子。过大的包装物会显著降低AAV产量和感染效率。

四、打通“最后屏障”：内耳给药途径与操作规范

内耳的给药途径直接影响AAV载体的分布和转导效率。由于内耳解剖位置深邃、体积微小且结构脆弱，给药方式的选择须兼顾有效性、安全性和临床转化潜力。

4.1 主要给药途径对比

4.2 参考剂量与注射体积

以下数据是基于文献报道的有效范围，正式实验前必须通过预实验（pilot study）进行个体优化：

注射体积: 

• 新生/幼年小鼠（P0-P7）: 0.5 – 1.5 µL/耳
• 成年小鼠（>P21）: 1.0 – 2.0 µL/耳

病毒剂量: 

• 基础研究（报告基因）：1×10¹⁰ – 1×10¹¹ vg/耳
• 基因治疗（功能恢复）：5×10¹⁰ – 5×10¹¹ vg/耳（参见案例一、二的剂量数据）

临床试验参考（人）：

DFNB9双侧治疗：1.5×10¹² vg/耳，体积50 µL，注射速率120 nL/min（案例二）

⚠️ 剂量安全警示：过高的AAV剂量或注射体积可能直接损伤毛细胞，导致听力下降和ABR阈值升高。这一效应与AAV毒性、注射压力（引起内淋巴液压骤变）均有关。建议梯度剂量预实验，并以ABR/DPOAE监测听力功能变化作为安全终点。

4.3 操作规范要点

• 所有内耳注射操作须在严格无菌条件和精确麻醉深度下进行
• 新生小鼠（P0–P3）建议低温麻醉（冰板冷却）；P4以上可使用异氟烷
• 注射速率建议控制在50–150 nL/min，避免压力性损伤
• 术后需给予镇痛（如布洛芬）和抗炎（皮质激素视需要）处理
• 术后3–7天密切监测动物体重、行为（前庭功能：转圈、偏头等）
• ABR和DPOAE评估应在手术前（基线）、注射后2–4周（早期）和4–8周（稳态表达）分别进行

 

五、代表性应用案例

案例一：遗传性耳聋的基因治疗

2025年8月5日，复旦大学附属眼耳鼻喉科医院舒易来教授团队与韩国首尔大学医院Sangsu Bae、Sang-Yeon Lee科研团队合作在国际期刊Nature Communications上发表题为“PAM-flexible adenine base editing rescues hearing loss in a humanized MPZL2 mouse model harboring an East Asian founder mutation”的研究论文，利用PAM灵活型腺嘌呤碱基编辑器（ABE8eWQ-SpRY）结合高效的内耳靶向AAV递送，精准修复东亚人群高发的MPZL2 c.220C>T创始突变，在人源化小鼠模型中显著恢复听力，并维持至少20周。

该研究的主要研究结果：

1. 东亚特异性MPZL2基因突变在DFNB111相关听力损失中的临床意义

研究团队基于临床队列研究，对遗传性耳聋1437例无亲缘关系的耳聋家系进行了系统性病因学分析。筛选出234例表现为对称性、轻中度非综合征型SNHL未成年患者（≤18岁），明确了155例患者的致病基因（66.2%）。其中24例与MPZL2基因突变有关（15.5%），且23例（95.8%）患者携带至少一个c.220C>T等位基因突变。c.220C>T等位基因在东亚人群中频繁出现，提示该突变可能为东亚地区的创始突变。

2. 人源化MPZL2 c.220 C > T小鼠的构建以及表型描述

针对该突变位点，研究团队构建了人源化小鼠模型（hMPZL2^Q74X/Q74X），该小鼠模型表现为进行性听力损失，重现了人类MPZL2耳聋病人的听力学表型：渐进性低至中度听力损失，且有着比较明显的内耳毛细胞的丢失。

3. 基于ABE的基因治疗体系的体外筛选

针对该突变的A·T→G·C精确修复，研究团队评估了14种ABE与sgRNA组合，最终确定PAM几乎无限制的ABE8eWQ-SpRY:sgRNA3为最佳方案，该方案具有较高的体外编辑效率（约50%以上），较低的旁观者编辑和脱靶效应。

4. AAV递送策略、治疗效果及安全性评价

为突破AAV单载体容量限制，研究者采用了split-intein双AAV系统（图2）。通过圆窗膜显微注射，结果显示：

• 听力改善：治疗组在多频段ABR阈值显著下降，8 kHz接近野生型水平，效果可持续20周

• 结构恢复：外毛细胞与Deiters细胞数量明显回升，耳蜗结构完整性改善。

• 分子水平：MPZL2 mRNA与蛋白表达恢复，相关细胞黏附与细胞外基质通路基因回归正常水平。

• 安全性：未检测到明显的脱靶效应或耳毒性，非耳蜗组织几乎无病毒分布。

图2. 双 AAV-ie-ABE8eWQ-SpRY:sgRNA3 体内修复 MPZL2 c.220 C>T 突变。a 用双 AAV 载体及分裂内含肽在体内递送ABE的示意图。b MPZL2靶点腺嘌呤及周围旁观腺嘌呤或胞嘧啶的编辑效率评估（n=2）。c 体内碱基编辑流程概览，将两个AAV-ie病毒重悬至 5.0×10¹³ vg/mL，1:1混合。取2000 nL 注射至P2 期 hMPZL2Q74X/Q74X 小鼠圆窗膜（RWM）。d 柯蒂氏器官 DNA 中靶位点 A·T→G·C 编辑效率及周边核酸旁观效应。e Cas-OFFinder 预测的潜在体内脱靶位点，包含与靶序列 ≤2 bp 错配及/或 ≤1 bp DNA/RNA bulge 的位点。f 双 AAV-ie-ABE8eWQ-SpRY:sgRNA3 注射后 8 周，体内 RNA 脱靶检测。检测结果显示无 RNA 脱靶编辑。

案例二: 增强子工程：AAV内耳递送的表达效率与特异性优化策略

2025年4月21日，上海科技大学钟桂生研究团队在Neuron发表题为“Deciphering enhancers of hearing loss genes for efficient and targeted gene therapy of hereditary deafness”的研究成果。该研究创新性建立了基于AAV报告载体的体内转录增强子重构（ARBITER）技术平台，系统解析了调控听损基因Slc26a5表达的功能性保守非编码元件（CNEs），并证实这些增强子通过协同作用介导Slc26a5的精准时空表达。

文章的背景与核心问题：遗传性耳聋基因治疗面临双重矛盾，广谱强启动子（如CAG）表达效率高，但脱靶表达（在IHC、前庭细胞、脑组织中异位表达）带来安全隐患；天然细胞特异性启动子精准但表达强度不足，无法驱动足够的蛋白水平以恢复功能。能否在不牺牲特异性的前提下，通过解析和工程化改造内源调控元件来显著提升基因治疗效率？

实验设计拆解:

1. 开发核心研究工具：ARBITER平台

研究团队针对内耳细胞数量极少（全耳仅~15,000个毛细胞）、传统ChIP-seq/ATAC-seq所需细胞量难以满足的瓶颈，开发了ARBITER（AAV-Reporter-Based In vivo Transcriptional Enhancer Reconstruction）平台：基于已发表的ATAC-seq/ChIP-seq数据及跨物种保守性分析（CNEs），识别目标基因座附近的潜在调控元件。将候选序列克隆至含最小启动子和报告基因（mNeonGreen）的AAV载体，经圆窗膜注射至新生小鼠耳蜗，2周内完成荧光成像定量，评估转导效率、细胞特异性和表达强度（图3）。

2. 鉴定并验证关键增强子：以Slc26a5为例 

SLC26A5编码OHC特异性马达蛋白prestin，其敲除导致OHC电致运动丧失和严重听力损失（~50 dB阈值升高）。

图3.  B8增强子对成年小鼠OHCs的安全特异性转导

对AAV内耳研究的启示

1. 从”单一启动子”到”协同增强子模块”：内源性基因表达依赖多元件协作（”推进器+核心增强子”模式），基因治疗载体设计应模拟这一逻辑，而非依赖单一强力启动子。

2. 增强子工程可同时优化特异性与效率：B8案例证明两者并非不可调和的矛盾，合理设计可兼顾。

3. 成年动物安全性验证的必要性：B8在成年小鼠中展示的安全性数据（CAG造成听力损伤而B8不引起）为临床转化提供了关键依据。

案例三：双耳聆听的曙光：AAV基因治疗成功恢复DFNB9儿童双侧听力

2024年6月5日，复旦大学附属眼耳鼻喉科医院舒易来和王武庆团队在国际期刊Nature Medicine上发表了题为Bilateral gene therapy in children with autosomal recessive deafness 9: single-arm trial results的研究论文。该研究的核心问题是：评估一次性地通过双侧耳蜗注射基因治疗药物AAV1-hOTOF，在患有常染色体隐性遗传性耳聋9型（DFNB9）的儿童患者中的安全性和有效性。

疾病背景：DFNB9型耳聋（常染色体隐性遗传性耳聋9型）由OTOF基因双等位基因突变所致，导致耳铁蛋白（otoferlin）功能缺陷。Otoferlin是IHC突触囊泡胞吐（exocytosis）的关键钙感受器，其缺失导致IHC突触功能完全丧失，表现为听神经病（auditory neuropathy spectrum disorder）——耳蜗毛细胞形态相对正常，但神经传导功能丧失，ABR无法引出。DFNB9约占遗传性耳聋的2–8%，目前除助听器和人工耳蜗外无有效治疗手段。

临床试验设计

载体工程设计要点：双AAV策略

OTOF基因全长cDNA约5.9 kb，远超AAV单载体约4.4 kb的有效包装容量。研究团队采用经过临床前验证的双载体重叠重组策略：

AAV1-hOTOF-NT：携带基因5’端（N端序列）及重叠重组序列（源自F1噬菌体的AK序列）

AAV1-hOTOF-CT：携带基因3’端（C端序列）及重叠重组序列

两载体同时进入同一细胞后，通过同源重组在细胞内拼接为完整功能性OTOF mRNA

工程化亮点：Myo15a启动子确保otoferlin仅在毛细胞中表达，在实现容量突破的同时维持靶向精准性。这一”分而治之+精准靶向”的组合策略，为所有编码序列超出AAV容量的大基因疾病提供了重要参考（如DMD、USH2A等）。

主要结果 

1. 安全性结果 

• 无剂量限制性毒性（DLT），无严重不良事件（SAEs）。
• 共发生36次不良事件，均为1级或2级（轻度至中度）。最常见的是淋巴细胞计数增加（6/36）和胆固醇水平升高（6/36），所有不良事件均得到缓解。
• 治疗后6周，所有患者均检测到抗AAV1中和抗体（滴度1:1215），但针对AAV1衣壳的T细胞免疫反应（IFN-γ ELISpot）均为阴性。治疗后7天，血液中未检测到载体DNA。
• 计算机断层扫描（CT）和磁共振成像（MRI）显示，注射后患者耳部结构正常，无异常变化。

2. 有效性结果

• 听觉功能显著恢复

图4. 听力测试a–e，患者1(a)、2(b)、3(c)、4(d)和5(e)的听性脑干反应（ABR）和听性稳态反应（ASSR）阈值。箭头表示即使在最大声强级下也无反应。箭头向左下指为右耳；箭头向右下指为左耳。

• 言语感知和能力提升

所有患者在MAIS/IT-MAIS（有意义听觉整合量表）、CAP（听觉表现类别）等问卷评分上均有显著提高。例如，患者1的MAIS分数从基线1分提升至26周28分（满分40），CAP从0分提升至4分。

补充视频显示，治疗后患者能从对声音无反应，转变为能听到呼唤名字、随音乐舞动，并开始说出“爸爸”、“妈妈”等简单词语。

• 声源定位能力恢复（双侧治疗的关键优势）

这是单侧治疗无法实现的功能。通过SSQ-P问卷和声源定位测试评估，所有患者均恢复了声源定位能力。

例如，患者1的双侧均方根误差（RMSE）从基线时的92.8°显著改善至26周时的40.0°。当遮住一只耳朵时，误差增大，证明其依赖双耳听觉进行定位。

关键策略与临床转化启示

1）免疫原性的”前瞻性规避”：研究预见到分次注射将导致第二次给药时AAV中和抗体屏障，因此设计为一次性双侧同步注射，将免疫挑战从”时间维度”转化为”空间维度”。这一策略对所有需要多靶点/多器官治疗的基因治疗方案均具有参考价值

2）内耳免疫特权的合理利用：内耳属于免疫特权部位（immune-privileged site），局部注射引发的全身T细胞免疫反应较轻，为AAV内耳治疗的安全窗口提供了生物学基础

3）双侧治疗的额外收益超越预期：声源定位能力的恢复不仅是功能指标，也是人工耳蜗（单侧）无法实现的优势，为双侧基因治疗提供了强有力的临床依据

 

六、内耳AAV应用快速决策指南

关键注意事项汇总

1. 年龄是首要变量：同一血清型在新生与成年动物内耳的转导效率可能相差数十倍（尤其是OHC）。实验年龄不当会导致结论不可重复。

2. 启动子大小影响总体策略：治疗基因+启动子+增强子的总长度必须控制在约4.4 kb以内；超出则需双载体或其他策略。

3. 注射手术质量是最大变量来源：内耳注射的实验间重复性高度依赖操作者经验，建议设置阳性对照（已知转导效率的标准血清型+CAG-GFP）和统一的ABR基线筛查流程。

4. 免疫反应需纳入评估体系：局部注射后1–2周应检测外周血抗AAV中和抗体，排除预存免疫对实验结果的干扰。

七、常见问题

Q1：IHC转导不错但OHC几乎无表达，或支持细胞转导差？

A: 可能原因为血清型与目标细胞不匹配，建议区分年龄、物种和靶细胞。如果目标为毛细胞：可优先试用Anc80L65、AAV2.7m8；成年动物可考虑配合PSCC途径。如果目标为支持细胞：优先试用AAV-ie及其优化变体（如ie-K558R）。以“目标细胞—年龄段—物种”为主轴，先做小规模预实验筛型。

Q2: AAV包装效率低，滴度低，表达不稳定。

A：ITR之间的序列不能超过4.7kb，最佳序列长度为3.0-3.5kb [https://doi.org/10.1016/j.omtm.2025.101499]。对于大基因，建议将基因片段拆分，用双/三AAV递送，或采用功能性截短版本。重要元件建议采用经验证的序列，构建后全长测序确认。

Q3: AAV介导的转基因表达在初期达到峰值后逐渐下降。

A： 选择稳定的启动子，如EF1α，或经过优化的细胞特异性启动子，避免使用易被沉默的启动子（如某些病毒启动子在某些细胞中会被甲基化）。优化载体设计，加入增强子元件或绝缘子序列（如cHS4），防止启动子沉默。

Q4: 新生期有效，成年期失效，同血清型不同日龄效果差异大？

A：新生期（P0–P7）RWM对HCs常更有效；成年期OHC可考虑PSCC。需要关注目标疾病的病理进展，尽量“早干预”；若已退化，建议转向再生策略（支持细胞转分化）。设计跨时间点的时序实验，绘制“效率-日龄”曲线。

 

参考资料

1. https://news.qq.com/rain/a/20250723A05TIS00
2. https://www.bksv.com/zh/knowledge/blog/sound/cochlea-function
3. Zhao, Y., Zhang, L., Wang, D., Chen, B., & Shu, Y. (2022). Approaches and Vectors for Efficient Cochlear Gene Transfer in Adult Mouse Models. Biomolecules, 13(1), 38.
4. Zhang, L., Wang, H., Xun, M., Tang, H., Wang, J., Lv, J., … Shu, Y. (2023). Preclinical evaluation of the efficacy and safety of AAV1-hOTOF in mice and nonhuman primates. Molecular Therapy Methods & Clinical Development, 33(3), 101575.
5. Lv, J., Wang, H., Cheng, X., Chen, Y., Wang, D., Zhang, L., … Shu, Y. (2024). AAV1-hOTOF gene therapy for autosomal recessive deafness 9: a single-arm trial. The Lancet, 403(10441).
6. Iranfar, S., Cornille, M., Roldan, M. S., Plion, B., Lecomte, M.-J., Safieddine, S., & Lahlou, G. (2025). Cell tropism of adeno-associated viruses within the mouse inner ear in vivo: from embryonic to adult stages. Scientific Reports, 15(1).
7. Ballana, E., Wang, J., Venail, F., Estivill, X., Puel, J.-L., Arbonès, M. L., & Bosch, A. (2008). Efficient and specific transduction of cochlear supporting cells by adeno-associated virus serotype 5. Neuroscience Letters, 442(2).
8. Emptoz, A., Michel, V., Lelli, A., Akil, O., Boutet de Monvel, J., Lahlou, G., … Safieddine, S. (2017). Local gene therapy durably restores vestibular function in a mouse model of Usher syndrome type 1G. Proceedings of the National Academy of Sciences, 114(36).
9. Isgrig, K., Ishibashi, Y., Lee, H. J., Zhu, J., Grati, M., Bennett, J., … Chien, W. W. (2022). AAV8BP2 and AAV8 transduce the mammalian cochlear lateral wall and endolymphatic sac with high efficiency. Molecular Therapy – Methods & Clinical Development, 26.
10. Han, S., Xu, Z., Wang, S., Tang, H., Hu, S., Wang, H., … Shu, Y. (2024). Distributional comparison of different AAV vectors after unilateral cochlear administration. Gene Therapy, 31(3–4).
11. Han, S., Xu, Z., Wang, S., Tang, H., Hu, S., Wang, H., … Shu, Y. (2024). Distributional comparison of different AAV vectors after unilateral cochlear administration. Gene Therapy, 31(3–4).
12. Isgrig, K., McDougald, D. S., Zhu, J., Wang, H. J., Bennett, J., & Chien, W. W. (2019). AAV2.7m8 is a powerful viral vector for inner ear gene therapy. Nature Communications, 10(1).
13. György, B., Meijer, E. J., Ivanchenko, M. V., Tenneson, K., Emond, F., Hanlon, K. S., … Corey, D. P. (2019). Gene Transfer with AAV9-PHP.B Rescues Hearing in a Mouse Model of Usher Syndrome 3A and Transduces Hair Cells in a Non-human Primate. Molecular Therapy – Methods & Clinical Development, 13.
14. György, B., Meijer, E. J., Ivanchenko, M. V., Tenneson, K., Emond, F., Hanlon, K. S., … Corey, D. P. (2019). Gene Transfer with AAV9-PHP.B Rescues Hearing in a Mouse Model of Usher Syndrome 3A and Transduces Hair Cells in a Non-human Primate. Molecular Therapy – Methods & Clinical Development, 13.
15. Tao, Y., Liu, X., Yang, L., Chu, C., Tan, F., Yu, Z., … Wu, H. (2022). AAV-ie-K558R mediated cochlear gene therapy and hair cell regeneration. Signal Transduction and Targeted Therapy, 7(1).
16. Ivanchenko, M. V., Hanlon, K. S., Hathaway, D. M., Klein, A. J., Peters, C. W., Li, Y., … Corey, D. P. (2021). AAV-S: A versatile capsid variant for transduction of mouse and primate inner ear. Molecular Therapy – Methods & Clinical Development, 21.
17. Kim, M.-A., Ryu, N., Kim, H.-M., Kim, Y.-R., Lee, B., Kwon, T.-J., … Kim, U.-K. (2019). Targeted Gene Delivery into the Mammalian Inner Ear Using Synthetic Serotypes of Adeno-Associated Virus Vectors. Molecular Therapy – Methods & Clinical Development, 13.
18. Aaron, K. A., Pekrun, K., Atkinson, P. J., Billings, S. E., Abitbol, J. M., Lee, I. A., … Cheng, A. G. (2023). Selection of viral capsids and promoters affects the efficacy of rescue of Tmprss3-deficient cochlea. Molecular Therapy – Methods & Clinical Development, 30.
19. Shubina-Oleinik, O., Nist-Lund, C., French, C., Rockowitz, S., Shearer, A. E., & Holt, J. R. (2021). Dual-vector gene therapy restores cochlear amplification and auditory sensitivity in a mouse model of DFNB16 hearing loss. Science Advances, 7(51).
20. Akil, O., Dyka, F., Calvet, C., Emptoz, A., Lahlou, G., Nouaille, S., … Lustig, L. R. (2019). Dual AAV-mediated gene therapy restores hearing in a DFNB9 mouse model. Proceedings of the National Academy of Sciences, 116(10).
21. Al‐Moyed, H., Cepeda, A. P., Jung, S., Moser, T., Kügler, S., & Reisinger, E. (2019). A dual‐AAV approach restores fast exocytosis and partially rescues auditory function in deaf otoferlin knock‐out mice. EMBO Molecular Medicine, 11(1).
22. US 2021/0388045A1
23. Hu, S. W., Lv, J., Wang, Z., Tang, H., Wang, H., Wang, F., … Li, H. (2024). Engineering of the AAV-Compatible Hair Cell-Specific Small-Size Myo15 Promoter for Gene Therapy in the Inner Ear. Research, 7.
24. Rio, C., Dikkes, P., Liberman, M. C., & Corfas, G. (2002). Glial fibrillary acidic protein expression and promoter activity in the inner ear of developing and adult mice. Journal of Comparative Neurology, 442(2).
25. Keppeler, D., Merino, R. M., Lopez de la Morena, D., Bali, B., Huet, A. T., Gehrt, A., … Moser, T. (2018). Ultrafast optogenetic stimulation of the auditory pathway by targeting‐optimized Chronos. The EMBO Journal, 37(24).
26. Gene Therapy vs Cochlear Implantation in Restoring Hearing Function and Speech Perception for Individuals With Congenital Deafness. JAMA Neurol. Published online July 21, 2025. doi:10.1001/jamaneurol.2025.2053
27. Hu, S. W., Jeong, S., Jiang, L., Koo, H., Wang, Z., Choi, W. H., … Shu, Y. (2025). PAM-flexible adenine base editing rescues hearing loss in a humanized MPZL2 mouse model harboring an East Asian founder mutation. Nature Communications, 16(1).
28. Zhao, S., Yang, Q., Yu, Z., Chu, C., Dai, S., Li, H., … Zhong, G. (2025). Deciphering enhancers of hearing loss genes for efficient and targeted gene therapy of hereditary deafness. Neuron, 113(10). https://doi.org/10.1016/j.neuron.2025.03.02
29. Wang, H., Chen, Y., Lv, J., Cheng, X., Cao, Q., Wang, D., … Shu, Y. (2024). Bilateral gene therapy in children with autosomal recessive deafness 9: single-arm trial results. Nature Medicine, 30(7).
30. Akil O, et al.( 2015). Surgical Method for Virally Mediated Gene Delivery to the Mouse Inner Ear through the Round Window Membrane. J Vis Exp. 16;(97):52187. doi: 10.3791/52187.
31. Isgrig K & Chien WW. (2018). Posterior Semicircular Canal Approach for Inner Ear Gene Delivery in Neonatal Mouse. J Vis Exp. 2;(133):56648. doi: 10.3791/56648.