AAV作为一种常用的基因转染工具，已被广泛应用于生命科学领域的基础研究和临床应用中。在使用AAV进行研究时，选择恰当的AAV血清型、启动子以及注射方式是实验顺利开展的必备条件。
为了更好地利用AAV开展研究，前面两期课程我们向大家介绍了几种常用的AAV注射方式。
本期我们将继续向大家介绍另外几种AAV动物实验的注射方式。
玻璃体腔注射
用氯胺酮（100mg/Kg）和甲苯噻嗪（6mg/Kg）对小鼠进行腹腔注射，将小鼠麻醉；
小鼠麻醉后，用0.1 mg/mL的盐酸丙美卡因滴眼液和5 mg/mL的复方托吡卡胺滴眼液滴加小鼠眼睛，对小鼠眼睛进行麻醉和散瞳；
为了方便注射，需要眼睛露出赤道直到注射结束，可将手指放在眼眶边缘处握住眼球，防止注射期间发生注射偏移；
使用无菌31G针头在小鼠眼睛角膜边缘处进行预穿孔穿刺；
然后用33G针头的微量注射针穿过预穿孔进行病毒注射，针头应与角膜边缘处垂直进入，然后倾斜针头，使其与视网膜平行的角度插入，针头尽量避免与视网膜接触，缓慢注射病毒，为使病毒在玻璃体内充分扩散，一般把针在眼睛停留30s；
注射完病毒后，把针缓慢抽出，在小鼠眼睛中滴加1 mg/mL玻璃酸钠滴眼液进行保湿，再滴加4.88 mg/mL左氧氟沙星滴眼液进行抗炎；
轻轻关闭眼睑以覆盖注射部位；
将小鼠放回笼中。
肌肉注射
限制动物，确保动物的一条后腿自由并稳定注射，固定动物可能需要两个人，如果动物在注射期间移动，则针头可能会导致肌肉损伤；
针应垂直于动物皮肤插入，使用适当大小的注射器和针头，近似斜面的角度将针头插入，并将材料注入动物的股四头肌（大腿前部）或大腿外侧肌肉块。不要注入后部肌肉，否则可能会损伤坐骨神经；
如果动物要接受多次肌肉注射，则交替腿进行注射。
皮下注射
对于皮内注射，通常将动物剃毛以便可以看到皮肤；
用于多次皮内注射的动物约束比较困难，在这种情况下，可用化学镇静方法；
将适当大小的针头以15°～30°的角度插入皮肤，针头不要插入很远，注射遇到阻力即可，另一种方法是在注射部位附近轻轻捏住皮肤，并以非常小的角度插入针头。这在小鼠中很有用，可以防止注射过程中的移动；
如果注射成功，将会看到一个小疱，比周围的皮肤更苍白；
注射后，轻轻施加压力以防止回流。
灌胃
只对受限制的清醒动物进行强效灌胃，麻醉或镇静会增加误吸的风险;
选择使用适当大小的口服喂食针，这些针头的末端有球形尖端，以防止误插气管，所需的长度可以将受约束的动物保持向上，从嘴角开始测量确定；
约束动物，使其头部和身体呈直线垂直，使食道变直，喂食针更容易通过；
将针的球形尖端插入动物的嘴里，并在舌头上方，一旦针头到达正确位置，将针头和注射器向上，轻轻按压上颚，使动物的鼻子朝向天花板，在给大鼠进行胃内给药时，针可能需要在通过喉咙后部时稍微改变方向，如果感受到针上的张力则需要调整位；
将针的球形尖端插入动物的嘴里，并在舌头上方，一旦针头到达正确位置，将针头和注射器向上，轻轻按压上颚，使动物的鼻子朝向天花板，在给大鼠进行胃内给药时，针可能需要在通过喉咙后部时稍微改变方向，如果感受到针上的张力则需要调整位；
继续将针送到预定位置，针应该很容易通过，动物不应该喘气或呛到，如果有阻力或动物喘息或者窒息，立即停止并取下针头。
鞘内注射
剔除小鼠腰背部毛发，用75%酒精棉球消毒；
用软布覆盖小鼠头部和躯干上部，使小鼠安静，左手固定小鼠，暴露髂脊背部，右手持29G注射针，待其安静后，找到髂脊，ICR小鼠L5椎间隙几乎与髂脊平行，L6椎间隙距髂脊水平距离约为3 mm，C57BL/6小鼠L5椎间隙距髂脊水平距离约为1.5 mm，L6椎间隙距髂 脊水平距离约为4 mm；
以30°～45°角度插入中线皮肤，髂脊水平向尾部约3 mm处进针（ICR小鼠）或髂脊水平向尾部约4 mm处进针（C57BL/6小鼠），若针不能插入L6椎间隙，进针角度缓慢下调，同时沿着棘突和乳突间的凹槽向前移动针尖，直到插入L5椎间隙，针尖可以进入到椎管约5mm位置；
针尖进入椎管推入10μL药液，小鼠尾巴颤抖或突然甩动则证明进针成功；
注射完毕拨出针头前使针头在原位滞留1min，然后拨出针头把小鼠放回笼中观察。
脊神经内注射
健康小鼠在做脊神经结扎前1天禁食禁水；
实验时，将小鼠背部毛发剔除，暴露出皮肤，用异氟烷呼吸麻醉；
待小鼠进入麻醉状态后 ,用碘伏消毒后再用75%酒精棉球消毒，用11号刀片划开小鼠皮肤，具体位置为髂脊中线偏左，开口大小一厘米左右；
接下来，在腰背部中线偏外侧划开，用弯镊沿脊柱方向钝性分离肌肉，暴露第六腰椎横突后，用棉球将横突周围血肉擦拭干净，使用尖镊钳断横突，暴露出神经，使用玻璃电极分离出第五腰神经，用6-0丝线结扎，使用微量注射器沿神经方向在神经外膜下进行注射；
注射时注意速度缓慢匀速，随后剪去线头，将神经回复原位置，缝合肌肉，用碘伏消毒，最后缝上皮肤，再次消毒伤口；
将小鼠放置温暖处待其苏醒。